6 线粒体功能障碍与心房颤动
心房颤动(房颤)是临床上最常见的持续性心律失常,常会引起患者心悸等不适症状,还可显著增加脑卒中和心力衰竭的发生风险。在发达国家,房颤的人群发病率为1%~3%,随着全球人口老龄化以及肥胖、胰岛素抵抗、高血压等心血管病相关危险因素发病率的不断增长,房颤的发病率呈逐年上升趋势。房颤的形成与发展是一个动态过程,早期多为由肺静脉肌袖发放异常电活动促发短暂房性心律失常。随着疾病的发展,这种短暂的一过性心律失常持续时间逐渐延长,引起心房结构重构和电重构,最终产生一种有利于心律失常维持的心房基质。然而,越来越多的研究表明,线粒体功能改变可能早于心房功能和结构的改变,线粒体功能障碍在房颤的发病过程中发挥了重要作用。心肌细胞对能量有着巨大的需求,以满足其不间断的机械活动和电活动,而线粒体在心肌的能量代谢中处于核心地位。线粒体的正常功能遭到破坏后,会导致ATP生成不足,并产生过量的活性氧簇(ROS),损害心肌细胞内离子的稳态和膜的兴奋性,进而导致心律失常的发生。
一、线粒体的结构和功能
1.线粒体的结构
线粒体是一种存在于大多数真核细胞中的具有双层膜结构的细胞器,呈球状、棒状或颗粒状,在细胞内集中分布于代谢活跃的区域。细胞内线粒体的数目因不同组织对能量的需求不同,其含量差异很大,例如成熟红细胞内几乎不含线粒体,而心肌细胞内的线粒体容量可达细胞体积的35%左右。线粒体由外至内可划分为线粒体外膜、膜间隙、内膜和基质4个功能区。外膜和内膜之间形成线粒体膜间隙,由内膜包裹的部分称为线粒体基质。其中,线粒体外膜较光滑,含有孔蛋白,是物质进出线粒体的通道,对小于5000Da的物质完全通透,而大分子物质可通过膜上的转运蛋白进行跨膜转运。膜间隙内含有多种生化反应的底物以及可诱导细胞凋亡的蛋白。线粒体内膜蛋白含量更高,承担着包括氧化磷酸化在内的大部分的生化反应。线粒体内膜向内皱褶形成线粒体嵴,使线粒体内膜的表面积大大增加。线粒体基质内含有多种参与三羧酸循环和脂肪酸氧化的酶类以及呈双链环状的线粒体DNA(mtDNA)。
2.线粒体的能量代谢
线粒体可以利用葡萄糖及游离脂肪酸通过三羧酸循环生成还原型烟酰胺腺嘌呤二核苷酸(NADH+H+)和还原型黄素腺嘌呤二核苷酸(FADH2)等高能分子,通过线粒体内膜上的复合体Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ和Ⅳ进行电子传递,最后与O2结合生成H2O,并利用氧化还原反应释放的能量逆浓度梯度将质子从基质泵到膜间隙,形成跨内膜两侧的电化学梯度,即线粒体膜电位(ΔΨm)。ΔΨm除了提供能量直接驱动ATP合酶将ADP转化为ATP(此过程即为氧化磷酸化),还对于维持线粒体膜上某些离子通道的功能以及触发某些功能蛋白的变化具有重要意义。在心肌细胞中,90%以上的ATP是通过线粒体内膜氧化磷酸化生成的,理论上每天可产生高达30kg的ATP,而心肌线粒体生成的ATP近1/3被用来维持各种离子通道和转运蛋白的功能。因此,心脏电活动的稳定性高度依赖于线粒体正常的能量代谢。基于能量物质和氧供给的状态,ΔΨm会出现波动,通过ATP合成的数量及AMP/ATP比值,对AMP激活蛋白激酶(AMPK)和细胞膜ATP敏感型钾通道(sarcKATP)及线粒体膜ATP敏感型钾通道(mitoKATP)进行调节,将细胞能量代谢与线粒体生物合成及心肌细胞电活动之间紧密联系起来。
3.线粒体是ROS的主要来源之一
如图1-6-1所示,除了生成ATP,线粒体另外一项重要的功能是调节细胞氧化还原的信号通路。ROS是线粒体呼吸链电子传递过程中不可避免的副产物,也是细胞内ROS的主要来源之一。ROS产生的速率取决于驱动质子的势能(即ΔΨm)、NADH/NAD+比值、还原型辅酶Q10(CoQH2)/辅酶Q10(CoQ)比值以及局部O2的浓度,任何环节失衡均会导致电子溢出增多,形成ROS。此外,在冠心病及糖尿病导致心脏线粒体功能障碍时,单胺氧化酶参与了线粒体来源的氧化应激。定位于线粒体的抗氧化剂锰超氧化物歧化酶(MnSOD)可催化ROS转变为H2O2和H2O。在生理状态下,ROS调控的信号网络与细胞的增殖和分化有关,而短期内增加的ROS水平可以提高细胞对环境的适应性,增强对外界各种损伤的抵御能力。
图1-6-1 线粒体氧化磷酸化
ETC(electron transport chain),电子传递链;outer membrane,外膜;inner membrane,内膜;intermembrane space,膜间隙;ΔΨm,膜电位;Matrix,基质;TCA Cycle,三羧酸循环;NAD+,烟酰胺腺嘌呤二核苷酸;FAD.黄素腺嘌呤二核苷酸;Ⅰ~Ⅳ,复合体Ⅰ~Ⅳ;ROS,活性氧簇;mitoKATP,线粒体膜ATP敏感型钾通道;mito NCX,线粒体钠-钙交换体;IMAC,内膜阴离子通道;PTP,渗透性孔通道;MCU,钙单项转运体
4.线粒体膜上的离子通道及对离子稳态的调节作用
线粒体还参与心肌细胞内离子稳态的调节,尤其是可以作为Ca2+的储存库而成为心肌细胞内Ca2+的缓冲区,例如线粒体可通过其膜上的离子通道实现Ca2+的内流和外流,从而对细胞质中的Ca2+浓度起到缓冲作用。随着细胞内Ca2+水平的升高,线粒体摄取Ca2+的能力可以增加10~1000倍,并影响细胞内Ca2+的浓度。线粒体Ca2+的摄取主要依赖由ΔΨm驱动的Ca2+单项转运体(MCU),而Ca2+的流出主要由Na+-Ca2+交换体(mNCX)、Ca2+反向转运体(antiporter)和渗透性孔通道(mPTP)介导。目前已经发现多个定位于线粒体膜上的离子通道和转运蛋白,对于维持线粒体功能至关重要。例如,定位于线粒体外膜的电压依赖性阴离子通道(VDAC)用于控制代谢物质的进出,过度开放使细胞色素C流出而诱导细胞凋亡。mPTP是一种定位于线粒体内膜的非选择性离子通道,ROS的过度生成和Ca2+超载可诱导mPTP持续开放,H+大量反流致使ΔΨm崩溃,氧化磷酸化解偶联,并且释放多种凋亡蛋白而启动细胞程序性死亡。内膜阴离子通道(IMAC)是一种可逆性阴离子通道,外周含有苯二氮受体,中等量ROS即可使其开放,可被苯二氮类药物所阻断而抑制ΔΨm去极化。此外,线粒体内膜上的mitoKATP在维持线粒体的形状和功能上发挥重要作用。
5.线粒体生物合成及动力学
线粒体是一种处于高度运动状态的细胞器,通过线粒体生物合成以及不断的融合、分裂和自噬来维持其自身的数量、质量和功能。过氧化物酶体增殖物激活受体γ辅助活化因子1α、β(PGC-1α、β)是线粒体生物合成中的关键调节因子,通过刺激核呼吸因子(NRF-1,2),进而激活线粒体转录因子A(Tfam)表达,使编码线粒体蛋白的基因表达上调,线粒体生物合成增加,生成更多新的线粒体。AMP依赖的蛋白激酶(AMPK)、NAD+依赖性去乙酰化酶沉默信息调节因子2-相关酶1(SIRT1)等上游刺激因子可分别使PGC-1α、β磷酸化和去乙酰化而激活该信号通路,促进线粒体的生物合成(图1-6-2)。研究显示,过表达PGC-1家族成员可使核基因和线粒体基因的表达上调,线粒体密度和氧化能力增加。
图1-6-2 线粒体生物合成信号通路
PGC-1,过氧化物酶体增殖物激活受体γ辅助活化因子1;NRF-1、2,核呼吸因子1、2;Tfam,线粒体转录因子A;AMPK,AMP依赖的蛋白激酶;SIRT1,沉默信息调节因子2-相关酶1;Metformin,二甲双胍;LKB1,肝激酶B1;CAMKKβ,钙调素依赖性蛋白激酶β;AICAR,5-氨基-4-甲酰胺咪唑核糖核苷酸;Resveratrol,白藜芦醇;Isoflavones,异黄酮
线粒体的融合、分裂和自噬的动态平衡有利于保持线粒体的质量,清除衰老和功能低下的线粒体,构成线粒体动力学。相反,线粒体融合异常可导致线粒体形态延长,而分裂异常会使碎片化线粒体增多,都会影响线粒体功能。在哺乳动物中,与线粒体融合有关的蛋白主要包括线粒体融合蛋白(Mfn1、Mfn2)和视神经萎缩蛋白1(OPA1),而与线粒体分裂有关的蛋白主要有线粒体分裂蛋白1(Fis1)和动力相关蛋白1(DRP1)。
二、线粒体功能障碍的表现
线粒体功能障碍主要表现在以下几个方面:①线粒体能量代谢障碍,电子传递链复合体功能降低,氧化磷酸化水平受到抑制,ΔΨm降低,ATP合成减少,某些依赖ATP的离子通道或转运蛋白功能障碍。②由于电子传递链功能受损,溢出电子传递链的电子增多,致使产生大量的ROS,在病理状态下,如糖尿病、心肌肥厚、缺血再灌注、心力衰竭等,线粒体被认为是心肌细胞内ROS的最主要来源。过量的ROS会损伤心肌细胞内的功能蛋白,使其电活动和机械活动受损;细胞内离子稳态失衡;诱导mPTP和IMAC过度开放而使线粒体ΔΨm降低甚至完全崩溃。ROS也可直接作用于线粒体DNA(mtDNA)使其发生突变。③线粒体功能障碍,依赖ΔΨm驱动的MCU功能减低,线粒体对Ca2+的摄取下降,且mPTP的过度开放又使Ca2+外流增加,出现细胞内Ca2+超载,影响依赖Ca2+的酶的活性及信号通路,进一步增加ROS的产生。④mtDNA突变,拷贝数减少,影响线粒体呼吸酶某些亚基的合成,使电子传递链受损。⑤线粒体生物合成下降,即生成新的线粒体能力降低。⑥线粒体动力学受损,维持线粒体自身质量的能力降低。
需要注意的是,线粒体功能障碍的表现与导致线粒体功能障碍的原因并不是完全分开的,在多数情况下二者是一致的。
三、线粒体功能障碍与房颤
1.能量代谢障碍与房颤
有研究显示,在利用兔心房快速起搏所致的房颤模型中发现,心房能量代谢受损,组织中ATP含量以及线粒体ATP合酶的活性明显降低。在心肌能量代谢严重下降时,ATP产生不足,各种依赖ATP的离子通道或转运蛋白的功能受损。心肌细胞膜ATP敏感型钾离子通道(sarcKATP)是一种对细胞内能量代谢高度敏感的离子通道,有研究证实,sarcKATP离子流强弱与ΔΨm波动有关。当线粒体功能障碍时,ΔΨm降低,ATP生成减少,导致sarcKATP通道开放,心肌局部电活动传导减慢,不均一性增加,易于形成折返以及与此相关的心律失常。已知某些家族性房颤与钾离子通道基因突变有关。据报道,编码sarcKATP亚基SUR2的基因ABCC9突变可使心房肌电活动不稳定,易于发生阵发性房颤,有研究发现,在慢性房颤患者的心房肌细胞sarcKATP电流密度明显降低,由此引发细胞内Ca2+超载,进一步加重心房肌的结构重构和电重构。心肌细胞线粒体功能障碍,能量代谢下降,ATP合成减少,还会影响到Na+-K+泵和依赖ATP的Ca2+泵,导致细胞内Ca2+超载,有利于房颤的发生和维持。Seppet等研究发现,与窦性心律者相比较,房颤患者心房琥珀酸呼吸链功能增强及质子漏增多,这提示线粒体氧化磷酸化相关的改变可能参与了房颤的发病机制。
2.ROS与房颤
在氧化磷酸化过程中,估计有0.1%~1%的电子通过电子传递链(ETC)溢出与氧结合生成超氧阴离子。当线粒体ETC传递电子的速度过快或过慢都会产生过多的ROS,复合物Ⅰ、Ⅱ、Ⅲ被认为是产生ROS的主要部位。线粒体内同样存在抗氧化系统,包括锰超氧化物歧化酶(Mn-SOD)、谷胱甘肽(GSH)和谷胱甘肽过氧化物酶等,当这些酶的抗氧化能力降低或线粒体ROS生成增多时,就会导致氧化应激。过量的ROS不仅会损害线粒体呼吸酶的活性,减慢呼吸链的电子传递,降低ΔΨm,直接抑制ATP的合成,还可引起线粒体DNA、蛋白质和脂质的损害。ROS本身也可以诱导线粒体产生更多的ROS,即ROS诱导的ROS释放(ROS-induced ROS release,RIRR)和线粒体内Ca2+超载,而后者又进一步加重ROS的过度产生。在病理状态下,ROS的过度产生可导致脂质、蛋白质及核酸的过氧化,促使细胞功能改变,进而诱导细胞凋亡。同时,在心肌细胞中ROS的过度生成,可直接或间接损伤细胞膜上的离子通道和转运蛋白的结构及功能,抑制Ca2+电流和Na+电流,影响膜的兴奋性。ROS还可通过下调细胞间缝隙连接蛋白(Connexins)的表达而使心肌细胞间的偶联受损,心肌间传导的不均一性增加。线粒体特异性抗氧化剂可恢复细胞连接蛋白Cx43的表达,使缝隙连接传导正常化,降低心律失常的发生(图1-6-3)。
图1-6-3 线粒体功能障碍与心律失常的关系
MPTP,线粒体渗透性孔通道;IMAC,内膜阴离子通道;ROS,活性氧簇;ER,内质网;PERK,蛋白激酶R样内质网激酶;SR,肌质网;RyR2,兰尼碱受体2;PKA,蛋白激酶A;CaMKKⅡ,钙调蛋白激酶Ⅱ;PKC,蛋白激酶C;MAPK,有丝分裂原激活蛋白激酶;MMP,基质金属蛋白酶;Cx43,缝隙连接蛋白43;AT1R,血管紧张素Ⅱ受体-1;Ang-Ⅱ,血管紧张素Ⅱ;IK,ATP,ATP依赖性钾电流;INa,钠电流;INa,L,晚钠电流;ISS,稳态钾电流;Ito,瞬时外向钾电流;IKs,延迟整流钾电流
动物实验和临床研究证实,ROS与房颤的发生、发展密切相关。Montaigne等发现,心脏术后出现房颤的糖尿病患者心房肌线粒体功能降低,ROS水平明显高于维持窦律者,且线粒体特异性抗氧化物Mn-SOD活性明显下降。有研究显示,快速起搏的心房肌组织线粒体肿胀明显,氧化磷酸化水平受到抑制,ROS产生增多。而在静脉注射乙酰胆碱和氯化钙造成的大鼠房颤模型中同样发现,心房线粒体功能降低,ROS产生显著增加。Xie等研究发现,慢性房颤患者心房肌细胞中氧化型RyR2受体显著高于窦性心率组,而氧化的RyR2受体会使Ca2+从肌质网渗漏到细胞内,导致细胞内Ca2+超载而促进房颤的发生和发展。作者经动物研究证实,在RyR2受体突变的小鼠心肌细胞中,除了出现Ca2+渗漏外,还表现出线粒体功能障碍,ROS大量产生,易于诱发房颤等特点,而抑制线粒体ROS产生显著降低了房颤的发生率。我们的研究也证实,糖尿病兔心房出现电生理特性改变,房颤的诱发率增加,伴有明显心房间质纤维化以及线粒体形态异常,出现线粒体空泡化,呼吸功能及ΔΨm下降,而线粒体ROS生成速率则显著增加(图1-6-4)。
图1-6-4 正常家兔与糖尿病家兔心房肌电镜图
A.正常家兔心房肌线粒体形态;B.糖尿病家兔心房肌线粒体形态
3.线粒体Ca2+稳态失衡与房颤
心肌线粒体内储存有大量Ca2+,并与肌质网/内质网之间存在紧密联系的功能微区,为Ca2+的相互转运提供了解剖基础。线粒体作为细胞内的Ca2+库参与正常的生理活动,而Ca2+的摄取和排出的动态平衡共同维持线粒体及细胞内Ca2+的稳态,在维持心肌细胞兴奋-收缩偶联方面有着重要作用。在生理状态下,Ca2+可激活三羧酸循环中脱氢酶和ATP合酶的活性,促进氧化磷酸化和ATP的产生,因此心肌细胞可通过对Ca2+的调节,使线粒体的能量供应和需求相匹配。另一方面,心房肌细胞内Ca2+平衡对于心房电活动极为重要,Ca2+超载是触发房颤并使其维持的主要因素。
有研究证实,线粒体功能障碍除了表现为ΔΨm降低、ATP合成减少外,还可使细胞内的Ca2+平衡紊乱,从而促进心律失常的发生。另外,在病理情况下,线粒体内增高的Ca2+浓度可促进线粒体过度分裂,使碎片化线粒体增多,影响其正常功能,更可刺激三羧酸循环和氧化磷酸化,使呼吸链电子漏出增多,产生过量ROS,还可诱发mPTP不适当开放,诱发细胞凋亡。线粒体抗氧化治疗,可以改善线粒体功能,减轻细胞内钙超载,并减少房颤的发生。Li等在心肌缺血、机械牵张和胆碱能诱发的三种不同的房颤模型中发现,抑制线粒体转运蛋白(苯二氮受体)对房颤的发生具有抑制作用,其机制与抑制细胞内Ca2+超载与改善能量代谢有关。Bukowska等也发现,对于快速起搏的心房肌组织,应用Ca2+阻滞剂可减轻线粒体肿胀等形态学异常,并明显改善氧化磷酸化功能。
4.mtDNA突变与房颤
与其他细胞器不同,线粒体具有自己的遗传物质,即mtDNA。mtDNA能够独立地进行复制、转录和翻译部分线粒体蛋白质。由于mtDNA是裸露的,缺乏组蛋白和DNA结合蛋白的保护,处于线粒体呼吸链氧化磷酸化产生的高活性氧的环境之中,又缺少有效的修复系统,因此,mtDNA非常容易受氧自由基攻击而致突变。动物研究发现,mtDNA突变可导致线粒体功能障碍,生物合成下降,ΔΨm降低,ATP产生减少。临床研究显示,右心房组织mtDNA缺失与能量物质(腺嘌呤核苷酸)浓度降低及房颤有关。研究显示,慢性房颤与心房肌组织体细胞mtDNA突变有关。而另外一项研究也显示,非瓣膜性房颤患者外周血白细胞线粒体mtDNA4977缺失突变显著增加,并且心房的结构重构和电重构更加明显。Zhang等发现,接受非体外循环冠状动脉旁路移植术后发生房颤的患者,外周血mtDNA拷贝数升高,其机制可能与外周血中mtDNA的拷贝数和患者体内的氧化应激状态有关。
5.线粒体生物合成及动力学与房颤
目前,关于线粒体生物合成及动力学对于维持线粒体正常功能至关重要,但导致房颤的直接证据十分有限,多数认为前两者是通过影响线粒体的功能而促使心律失常的发生。线粒体生物合成过程涉及核基因组(nDNA)与mtDNA的转录调控途径,通常用mtDNA的含量来反映线粒体生物合成。PGC-1α和PGC-1β是线粒体生物合成中的关键调节因子。PGC-1α募集具有组蛋白乙酰转移酶功能的蛋白(如SRC-1、CBP、p300),通过蛋白质—蛋白质直接相互作用,辅助激活转录因子的活性,启动基因表达。PGC-1α/NRF-1,2/mt-TFA途径是目前较为公认的线粒体生物合成信号途径,AMPK、SIRT1等上游刺激因子可通过该途径促使线粒体的合成增加。线粒体生物合成受损可导致线粒体功能障碍,而上调mt-TFA的表达可以减轻心肌梗死后线粒体功能下降。另外有研究显示,在快速起搏兔心房的房颤模型中,心房组织中PGC-1α、NRF1、mt-TFA蛋白表达明显降低,表明房颤时线粒体生物合成受损。我们的研究也发现,糖尿病兔房颤的诱发率增加,伴随心房组织线粒体生物合成相关蛋白表达下调,可能是通过脂联素/AMPK途径实现的。相对于PGC-1α,PGC-1β的研究较少。但也有研究发现,在敲除PGC-1β基因小鼠的心肌组织,线粒体氧化磷酸化和电子传递相关的基因表达下调,Ca2+平衡紊乱,更易出现心律失常。另一项研究显示,敲除PGC-1β基因的啮齿类动物心房组织表现出与年龄相关的慢性线粒体功能障碍和促心律失常作用,主要包括心房肌细胞最大动作电位上升速率下降,动作电位时程延长;心房肌传导速度减慢,有效不应期缩短等电生理参数变化,同时心房间质纤维化程度也随年龄的增长逐渐严重。
线粒体融合与分裂的失衡可以直接导致能量代谢下降,ATP生产减少,ROS生成增加,mtDNA含量下降,也是导致心律失常(包括房颤)的可能原因之一。
综上所述,线粒体是心肌能量代谢的核心,在氧化应激、细胞内钙稳态的调节、细胞内信号传导及mtDNA的易损伤性在房颤的发生和维持机制中具有重要作用,为我们预防及治疗房颤提供了新的启示,这些环节有可能成为治疗房颤的潜在靶点。目前针对线粒体的特异性抗氧化剂也被大量应用于动物实验,结果令人鼓舞。但目前对线粒体与房颤的关系仍缺乏全面系统的认识,需要更加全面和深入的研究。
(刘彤 张晓伟)
参考文献
[1]Montaigne D,Marechal X,Lefebvre P,et al. Mitochondrial dysfunction as an arrhythmogenic substrate:a translational proof-of-concept study in patients with metabolic syndrome in whom post-operative atrial fibrillation develops. J Am Coll Cardiol,2013,62:1466-1473.
[2]Duicu OM,Lighezan R,Sturza A,et al. Assessment of Mitochondrial Dysfunction and Monoamine Oxidase Contribution to Oxidative Stress in Human Diabetic Hearts. Oxid Med Cell Longev,2016,2016:8470394.
[3]Russell LK,Mansfield CM,Lehman JJ,et al. Cardiac-specific induction of the transcriptional coactivator peroxisome proliferator-activated receptor gamma coactivator-1alpha promotes mitochondrial biogenesis and reversible cardiomyopathy in a developmental stage-dependent manner. Circ Res,2004,94:525-533.
[4]O′Rourke B,Ramza BM,Marban E. Oscillations of membrane current and excitability driven by metabolic oscillations in heart cells. Science,1994,265:962-966.
[5]Olson TM,Alekseev AE,Moreau C,et al. KATP channel mutation confers risk for vein of Marshall adrenergic atrial fibrillation. Nat Clin Pract Cardiovasc Med,2007,4:110-116.
[6]Seppet E,Eimre M,Peet N,et al. Compartmentation of energy metabolism in atrial myocardium of patients undergoing cardiac surgery. Mol Cell Biochem,2005,270:49-61.
[7]Aggarwal NT,Makielski JC. Redox control of cardiac excitability. Antioxid Redox Signal,2013,18:432-468.
[8]Sovari AA,Rutledge CA,Jeong EM,et al. Mitochondria oxidative stress,connexin43 remodeling,and sudden arrhythmic death. Circ Arrhythm Electrophysiol,2013,6:623-631.
[9]Bukowska A,Schild L,Keilhoff G,et al. Mitochondrial dysfunction and redox signaling in atrial tachyarrhythmia. Exp Biol Med(Maywood),2008,233:558-574.
[10]Zou D,Geng N,Chen Y,et al. Ranolazine improves oxidative stress and mitochondrial function in the atrium of acetylcholine-CaCl2induced atrial fibrillation rats. Life Sci,2016,156:7-14.
[11]Xie W,Santulli G,Reiken SR,et al. Mitochondrial oxidative stress promotes atrial fibrillation. Sci Rep,2015,5:11427.
[12]Zhang X,Zhang Z,Zhao Y,et al. Alogliptin,a Dipeptidyl Peptidase-4 inhibitor,alleviates atrial remodeling and improves mitochondrial function and biogenesis in diabetic rabbits. J Am Heart Assoc,2017,6:e005945.
[13]Li J,Xiao J,Liang D,et al. Inhibition of mitochondrial translocator protein prevents atrial fibrillation. Eur J Pharmacol,2010,632:60-64.
[14]Tsuboi M,Hisatome I,Morisaki T,et al. Mitochondrial DNA deletion associated with the reduction of adenine nucleotides in human atrium and atrial fibrillation. Eur J Clin Invest,2001,31:489-496.
[15]Park HW,Ahn Y,Jeong MH,et al. Chronic atrial fibrillation associated with somatic mitochondrial DNA mutations in human atrial tissue. J Clin Pathol,2007,60:948-950.
[16]Lee JS,Ko YG,Shin KJ,et al. Mitochondrial DNA 4977bp deletion mutation in peripheral blood reflects atrial remodeling in patients with non-valvular atrial fibrillation. Yonsei Med J,2015,56:53-61.
[17]Zhang J,Xu S,Xu Y,et al. Relation of Mitochondrial DNA Copy number in peripheral blood to postoperative atrial fibrillation after isolated off-pump coronary artery bypass grafting. Am J Cardiol,2017,119:473-477.
[18]Dong J,Zhao J,Zhang M,et al. Beta3-adrenoceptor impairs mitochondrial biogenesis and energy metabolism during rapid atrial pacing-induced atrial fibrillation. J Cardiovasc Pharmacol Ther,2016,21:114-126.